Agencia Estatal Boletín Oficial del Estado

(1)

(2)

El Reglamento (CE) nº 2075/2005 de la Comisión (2) ha sido modificado de forma sustancial (3) en diversas ocasiones. Con motivo de nuevas modificaciones, conviene, en aras de la claridad, proceder a la refundición de dicho Reglamento.

Los Reglamentos (CE) nº 853/2004 del Parlamento Europeo y del Consejo (4), (CE) nº 854/2004 y (CE) nº 882/2004 del Parlamento Europeo y del Consejo (5), establecen las normas y los requisitos sanitarios relativos a los productos alimenticios de origen animal, así como los controles oficiales requeridos.

(3)

Además de esas normas, procede adoptar requisitos más específicos en relación con las triquinas. La carne de cerdos domésticos, jabalíes, caballos y otras especies animales puede estar infestada por nematodos del género Trichinella. Las personas que consuman carne infestada por triquinas pueden caer gravemente enfermas. Procede adoptar medidas para prevenir la enfermedad humana provocada por el consumo de carne infestada por triquinas.

(4)

Este Reglamento debería establecer normas para el muestreo de las canales de especies sensibles a la infección por Trichinella y la determinación de la situación sanitaria de las explotaciones y los compartimentos, así como los requisitos para la importación de carne a la Unión. Debería asimismo establecer métodos de detección de referencia y métodos equivalentes para detectar la presencia de triquinas en las muestras de las canales.

(5)

Para facilitar el funcionamiento de las salas de despiece, la disposición que autoriza el despiece de las canales de cerdos domésticos, en ciertas condiciones, a la espera de los resultados del análisis para la detección de triquinas, debería aplicarse también para los caballos, en las mismas condiciones.

(6)

El 22 de noviembre de 2001, el Comité científico de las medidas veterinarias relacionadas con la salud pública adoptó un dictamen sobre triquinosis, epidemiología, métodos de detección y la cría de cerdos libres de triquinas. El 1 de diciembre de 2004, la Comisión técnica de Riesgos Biológicos (Biohaz) de la Autoridad Europea de Seguridad Alimentaria (EFSA) emitió un dictamen sobre la adecuación y las características de los métodos de congelación que permiten el consumo humano de carne infectada por Trichinella o Cysticercus. Los días 9 y 10 de marzo de 2005, Biohaz emitió un dictamen sobre la determinación del riesgo de una inspección revisada de los animales de abasto en las zonas con baja prevalencia de triquinas.

(7)

El 3 de octubre de 2011, la EFSA adoptó un Dictamen científico sobre los riesgos para la salud pública que deben tenerse en cuenta en la inspección de la carne (de porcino) (6). En dicho Dictamen, la EFSA clasificó la presencia de triquinas como un riesgo medio para la salud pública en relación con el consumo de carne de porcino y llegó a la conclusión de que, por lo que respecta a los métodos de control de riesgos biológicos, la única forma de garantizar el control eficaz de los principales riesgos era una garantía de seguridad de las canales porcinas con una gama de medidas y controles preventivos aplicados tanto en las explotaciones ganaderas como en los mataderos de forma integrada.

(8)

La EFSA estableció determinados indicadores epidemiológicos en relación con las triquinas. Dependiendo de la finalidad y la situación epidemiológica del país, los indicadores pueden aplicarse a nivel nacional o regional, en los mataderos o en las explotaciones.

(9)

La EFSA reconoce la presencia esporádica de triquinas en la Unión, principalmente en cerdos criados en libertad y para el autoconsumo. La EFSA señaló, además, que el tipo de sistema de producción era el principal factor de riesgo de infestación por triquinas. Además, los datos disponibles demuestran que el riesgo de infestación en los cerdos procedentes de explotaciones cuyo cumplimiento de las condiciones controladas de estabulación ha sido reconocido oficialmente es insignificante.

(10)

La Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE) ya no reconoce una situación de riesgo insignificante para un país o región en un contexto internacional. En cambio, tal reconocimiento está ahora vinculado a compartimentos de una o varias explotaciones que cumplan determinadas condiciones controladas de estabulación.

(11)

Con el fin de adecuar mejor el sistema de control a los riesgos reales para la salud pública, deben establecerse las medidas de reducción del riesgo de infestación por triquinas, en particular las condiciones que regulan la importación en los mataderos y la determinación del estado de infestación por triquinas de los países, las regiones y las explotaciones, teniendo en cuenta, inter alia, los estándares internacionales.

(12)

En 2011 Bélgica y Dinamarca notificaron un riesgo insignificante de infestación por triquinas en su territorio, de conformidad con el Reglamento (CE) nº 2075/2005. No obstante, ya no se reconoce tal situación de riesgo insignificante para un país o región. Sin embargo, las explotaciones y compartimentos de Bélgica y Dinamarca que cumplan las condiciones controladas de estabulación el 1 de junio de 2014 deben poder acogerse a la excepción establecida para las explotaciones y compartimentos de los mismos sin ningún otro requisito adicional como un reconocimiento oficial otorgado por la autoridad competente.

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(14)

Debe estipularse que los operadores garanticen la recogida, la identificación y el transporte de los animales muertos sin retrasos indebidos de acuerdo con los artículos 21 y 22 del Reglamento (CE) no 1069/2009 del Parlamento Europeo y del Consejo (7), y con el anexo VIII del Reglamento (UE) nº 142/2011 de la Comisión (8).

El número de casos (importados y autóctonos) de triquinosis en humanos, incluidos los datos epidemiológicos, deben notificarse con arreglo a la Decisión 2000/96/CE de la Comisión (9).

(15)

Un veterinario oficial debe indicar el reconocimiento oficial de que la explotación de origen cumple las condiciones controladas de estabulación en los certificados zoosanitarios previstos en la Directiva 64/432/CEE del Consejo (10), en cuanto al comercio de porcinos en la Unión, y en el Reglamento (UE) nº 206/2010 de la Comisión (11) en cuanto a las importaciones en la Unión de cerdos domésticos procedentes de terceros países, para que los Estados miembros efectúen los ensayos de detección de triquinas en el momento del sacrificio y no se ponga en peligro la situación sanitaria de la explotación de destino de estos animales de cría o de producción.

(16)

Con el fin de garantizar la correcta aplicación de este Reglamento, los terceros países que exporten cerdos domésticos vivos o su carne deben figurar en los actos relativos a las condiciones de importación si aplican las excepciones al muestreo de cerdos domésticos para detectar triquinas y si las explotaciones o compartimentos tienen el reconocimiento oficial de que cumplen las condiciones controladas de estabulación.

(17)

La declaración sanitaria de la detección de triquinas debe figurar en los certificados veterinarios que acompañan a la carne fresca, de conformidad con el Reglamento (UE) nº 206/2010, a los preparados de carne, de conformidad con la Decisión 2000/572/CE de la Comisión (12), y a los productos cárnicos, de conformidad con la Decisión 2007/777/CE de la Comisión (13).

(18)

Existen diversos métodos de laboratorio autorizados para la detección de triquinas en las carnes frescas. El método de digestión de muestras colectivas con utilización de un agitador magnético es un método recomendable para el uso rutinario. Si no puede extraerse la muestra en el sitio preferido o si el tipo o la especie de animal tienen un riesgo superior de infección, conviene aumentar el tamaño de las muestras para el análisis parasitario. El examen triquinoscópico no consigue detectar las especies de Trichinella no encapsuladas que infectan a animales domésticos y salvajes y a seres humanos, y no es un método adecuado de detección. Otros métodos, como los ensayos serológicos, pueden ser útiles para la vigilancia si han sido validados por un laboratorio de la UE de referencia, designado por la Comisión. Los ensayos serológicos no son adecuados para detectar la presencia de triquinas en animales individuales destinados al consumo humano.

(19)

Las empresas privadas han comenzado a fabricar nuevos dispositivos para la detección de triquinas por métodos de digestión equivalentes al de referencia. De acuerdo con esta evolución, el Comité permanente de la cadena alimentaria y de sanidad animal aprobó por unanimidad, el 16 de diciembre de 2008, directrices para la validación de nuevos dispositivos para la detección de Trichinella por métodos de digestión.

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(21)

De conformidad con dichas directrices, el laboratorio de referencia de la UE para parásitos validó en 2010 un nuevo método de detección de triquinas en los porcinos domésticos con el código nº EURLP_D_001/2011 (14).

La congelación de la carne en determinadas condiciones puede matar todos los parásitos, aunque algunas especies de Trichinella que afectan a los animales de caza y los caballos son resistentes cuando la congelación se realiza siguiendo las combinaciones recomendadas de temperatura y tiempo.

(22)

La vigilancia periódica de los cerdos domésticos, jabalíes, caballos y zorros, o de otros animales indicadores, es un instrumento importante para evaluar los cambios en la prevalencia de la enfermedad. Conviene notificar los resultados de esta vigilancia mediante un informe anual con arreglo a la Directiva 2003/99/CE del Parlamento Europeo y del Consejo (15).

(23)

Este Reglamento prohíbe por regla general la salida del matadero de la carne de animales domésticos de la especie porcina antes de que se hayan comunicado los resultados de los análisis para la detección de triquinas al veterinario oficial. No obstante, es oportuno permitir, si se cumplen determinadas condiciones muy rigurosas, que se aplique a la carne el marcado sanitario y se libere para transporte antes de que se conozcan los resultados. En las mencionadas circunstancias, es fundamental que las autoridades competentes comprueben que está disponible en cualquier momento la plena trazabilidad de la carne liberada.

(24)

(25)

El Reglamento (CE) nº 853/2004 no se aplica a la caza silvestre y sus carnes directamente suministradas al consumidor final o a establecimientos minoristas locales que suministren directamente al consumidor final. Por ello, procede que los Estados miembros tengan la responsabilidad de adoptar medidas nacionales para reducir el riesgo de que llegue al consumidor final carne de jabalí con triquinas.

Las medidas previstas en el presente Reglamento se ajustan al dictamen del Comité permanente de Plantas, Animales, Alimentos y Piensos.

a)

Un cuchillo o tijeras y pinzas para cortar las muestras.

b)

Bandejas divididas en 50 cuadrados que puedan contener, cada uno, muestras de carne de 2 g, aproximadamente, u otros instrumentos que ofrezcan garantías equivalentes por lo que respecta a la trazabilidad de las muestras.

c)

Un mezclador con una cuchilla afilada. En caso de que las muestras pesen más de 3 g, deberá utilizarse una picadora de carne con aperturas de entre 2 y 4 mm o unas tijeras. Si se trata de carne o lengua congeladas (una vez retirada la capa superficial, que no puede ser digerida), se precisará una picadora de carne, y el tamaño de la muestra deberá aumentarse considerablemente.

d)

Agitadores magnéticos provistos de una placa térmica de temperatura controlada y barras recubiertas de Teflón de 5 cm, aproximadamente.

e)

Embudos de separación cónicos de vidrio de una capacidad de 2 l como mínimo, preferiblemente provistos de llaves de seguridad de Teflón.

f)

Soportes con anillos y fijaciones.

g)

Tamices con una malla de 180 micras y un diámetro exterior de 11 cm, provistos de una rejilla de acero inoxidable.

h)

Embudos de un diámetro interior mínimo de 12 cm, destinados a recibir los tamices.

i)

Vasos de precipitados de vidrio de una capacidad de 3 l.

j)

Probetas graduadas de vidrio de una capacidad de entre 50 y 100 ml, o tubos de centrifugación.

k)

Un triquinoscopio provisto de una tabla horizontal o un estereomicroscopio, con una fuente de luz de intensidad regulable bajo la platina.

l)

Varias placas de petri (para su uso con el estereomicroscopio) de un diámetro de 9 cm cuyo fondo se haya dividido en cuadrados de 10 × 10 mm mediante un instrumento puntiagudo.

m)

Una cubeta para el cómputo de larvas (para su uso con el triquinoscopio), formada por placas acrílicas de un espesor de 3 mm y que presente las siguientes características:

i) el fondo de la cubeta medirá 180 × 40 mm y estará dividido en cuadrados,

ii) las placas medirán 230 × 20 mm,

iii) las placas frontales medirán 40 × 20 mm. El fondo y las placas frontales deberán estar fijos entre las placas laterales de manera que formen dos pequeñas asas en ambos extremos. La parte superior del fondo deberá estar entre 7 y 9 mm más elevada con relación a la base del cuadrado formado por las placas laterales y frontales. Los componentes deberán estar pegados con una cola adecuada para el material.

n)

Hoja de aluminio.

o)

Ácido clorhídrico de 25 %.

p)

Pepsina con una concentración de 1:10 000 NF (US National Formulary), correspondiente a 1:12 500 BP (British Pharmacopoeia) y a 2 000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), o pepsina líquida estabilizada, con una concentración mínima de 660 unidades de la Farmacopea Europea/ml.

q)

Agua del grifo calentada a una temperatura de 46 a 48 °C.

r)

Una balanza de precisión de al menos 0,1 g.

s)

Cubetas metálicas de 10 a 15 l de capacidad para recoger el jugo digestivo restante.

t)

Pipetas de diferentes tamaños (1, 10 y 25 ml) y soportes para pipetas.

u)

Un termómetro de una precisión de 0,5 °C con una graduación de 1 a 100 °C.

v)

Sifón para agua del grifo.

a)

Cuando se trate de canales enteras de cerdos domésticos, deberá tomarse una muestra de un peso mínimo de 1 g en uno de los pilares del diafragma, en la zona de transición entre la parte muscular y la parte tendinosa. Podrá utilizarse un fórceps especial de triquinas si puede garantizarse una precisión de entre 1,00 y 1,15 g.

En el caso de las cerdas de cría y los verracos, deberá tomarse una muestra mayor de un peso mínimo de 2 g en uno de los pilares del diafragma, en la zona de transición entre la parte muscular y la parte tendinosa.

Cuando no se disponga del pilar del diafragma, deberá tomarse una muestra de doble tamaño, 2 g (o 4 g en el caso de las cerdas de cría y los verracos), de la parte del diafragma situada cerca de las costillas o del esternón, o de los maseteros, la lengua o los músculos abdominales.

b)

Para los trozos de carne, se tomará una muestra de un peso mínimo de 5 g de músculo estriado, que contenga poca grasa y, en la medida que sea posible, esté situado cerca de los huesos o de los tendones. Se tomará una muestra del mismo tamaño de la carne que no esté destinada a ser muy cocida o a otros tipos de tratamiento posterior al sacrificio.

c)

En el caso de las muestras congeladas, se tomará para analizar una muestra de un peso mínimo de 5 g de músculo estriado.

El peso de las muestras de carne se entenderá libre de toda grasa o fascias. Deberá ponerse especial cuidado al tomar muestras de músculo de la lengua a fin de evitar contaminación con la capa superficial de la misma, que es indigestible y puede impedir la lectura del sedimento.

a)

Añadir 16 ± 0,5 ml de ácido clorhídrico a un vaso de precipitados de 3 l que contenga 2 l de agua del grifo, calentada a una temperatura de 46 a 48 °C; se coloca un agitador en el vaso, este se coloca en la cubeta precalentada y se comienza a agitar.

b)

Añadir 10 ± 0,2 g de pepsina o 30 ± 0,5 ml de pepsina líquida.

c)

Triturar en el mezclador 100 g de muestras obtenidas de acuerdo con el punto 2.

d)

Llevar la carne picada al vaso de precipitados de 3 l que contenga el agua, la pepsina y el ácido clorhídrico.

e)

Introducir varias veces el dispositivo de triturado del mezclador en el líquido de digestión del vaso de precipitados y enjuagar la taza del mezclador con una pequeña cantidad de líquido de digestión para quitar la carne que aún esté adherida.

f)

Cubrir el vaso de precipitados con una hoja de aluminio.

g)

Deberá regularse el agitador magnético de tal forma que durante su funcionamiento mantenga una temperatura constante de 44 a 46 °C. Durante la agitación, el líquido de digestión deberá girar a una velocidad suficiente para que se forme un remolino profundo sin salpicaduras.

h)

Agitar el líquido de digestión hasta que desaparezcan las partículas de carne (durante 30 minutos aproximadamente). Detener el mezclador y verter el líquido de digestión a través del tamiz en el embudo de separación. Pueden ser necesarios períodos más largos de digestión (que no superen los 60 minutos) para determinados tipos de carne (lengua, carne de caza, etc.).

i)

Se considera satisfactorio el proceso de digestión si no permanece más del 5 % del peso de la muestra inicial en el tamiz.

j)

Dejar el líquido de digestión en el embudo durante 30 minutos.

k)

Después de 30 minutos, traspasar rápidamente una muestra de 40 ml del líquido de digestión a la probeta graduada o al tubo de centrifugación.

l)

Mantener los líquidos de digestión y otros residuos líquidos en una bandeja hasta que se haya completado la lectura de los resultados.

m)

Dejar reposar la muestra de 40 ml durante 10 minutos. Luego, aspirar con cuidado 30 ml de líquido sobrenadante para retirar las capas superiores y dejar un volumen que no supere 10 ml.

n)

La muestra de 10 ml del sedimento restante se verterá en una cubeta para el cómputo de larvas o en una placa de petri.

o)

Enjuagar la probeta graduada o el tubo de centrifugación con 10 ml como máximo de agua del grifo, que se agregará a la muestra en la cubeta de cómputo de larvas o en la placa de petri. Luego, proceder a la observación en el triquinoscopio o al examen en el estereomicroscopio con un aumento de 15 a 20 veces. Se permite la visualización utilizando otras técnicas cuando se haya comprobado que el examen de las muestras de control positivas da un resultado igual o mejor que los métodos tradicionales de visualización. Siempre que se observen zonas sospechosas o formas similares a parásitos, deberán aplicarse aumentos superiores, de entre 60 y 100 veces.

p)

Los líquidos de digestión se examinarán desde el momento en que estén dispuestos. En ningún caso se podrá posponer el examen al día siguiente.

Cuando los líquidos de digestión no se examinen en los 30 minutos siguientes a su preparación, se deberán clarificar de la siguiente manera. Verter la muestra final de unos 40 ml en una probeta graduada y dejar reposar durante 10 minutos. Luego, retirar 30 ml del líquido sobrenadante, dejando un volumen de 10 ml. Dicho volumen se llevará a 40 ml con agua del grifo. Después de un nuevo período de reposo de 10 minutos, aspirar 30 ml del líquido sobrenadante para obtener un volumen máximo de 10 ml que se examinará en una placa de petri o en una cubeta para cómputo de larvas. Lavar la probeta graduada con 10 ml como máximo de agua del grifo y agregar el líquido obtenido a la muestra en la placa de petri o en la cubeta para el cómputo de larvas, para su examen.

Si el examen revela que el sedimento no es transparente, verter la muestra en una probeta graduada, llevar su volumen a 40 ml con agua de grifo y seguir el procedimiento descrito en la presente sección. Este procedimiento podrá repetirse de 2 a 4 veces hasta que el líquido sea lo suficientemente claro para una lectura fiable.

a)

Un cuchillo o tijeras para cortar las muestras.

b)

Bandejas divididas en 50 cuadrados que puedan contener, cada uno, muestras de carne de 2 g, aproximadamente, u otros instrumentos que ofrezcan garantías equivalentes por lo que respecta a la trazabilidad de las muestras.

c)

Una picadora de carne o un mezclador eléctrico.

d)

Un Stomacher Lab-blender 3 500 Thermo model.

e)

Bolsas de plástico adaptadas al Stomacher Lab-blender.

f)

Embudos de separación cónicos de vidrio de una capacidad de 2 l, preferiblemente provistos de llaves de seguridad de Teflón.

g)

Soportes con anillos y fijaciones.

h)

Tamices con una malla de 180 micras y un diámetro exterior de 11 cm, provistos de una rejilla de acero inoxidable o de latón.

i)

Embudos de un diámetro interior mínimo de 12 cm, destinados a recibir los tamices.

j)

Probetas graduadas de vidrio de 100 ml.

k)

Un termómetro de una precisión de 0,5 °C con una graduación de 1 a 100 °C.

l)

Un vibrador, por ejemplo, una afeitadora eléctrica sin cabezal.

m)

Un relé que se encienda y se apague a intervalos de un minuto.

n)

Un triquinoscopio provisto de una tabla horizontal o un estereomicroscopio con una fuente de luz de intensidad regulable bajo la platina.

o)

Una cubeta para el cómputo de larvas y varias placas de petri de 9 cm de diámetro como las indicadas en las letras l) y m) del capítulo I, punto 1.

p)

Ácido clorhídrico de 17,5 %.

q)

Pepsina con una concentración de 1:10 000 NF (US National Formulary), correspondiente a 1:12 500 BP (British Pharmacopoeia) y a 2 000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), o pepsina líquida estabilizada, con una concentración mínima de 660 unidades de la Farmacopea Europea/ml.

r)

Varios recipientes de 10 l para su utilización en la descontaminación del instrumental, por ejemplo, mediante un tratamiento con formol, y para el jugo digestivo restante en caso de resultados positivos.

s)

Una balanza de precisión de 0,1 g.

a)

Grupos completos de muestras (100 cada vez):

i) Instalar en el Stomacher Lab-blender 3 500 una bolsa doble de plástico y regular la temperatura entre 40 y 41 °C.

ii) Verter un 1,5 l de agua precalentada a entre 40 y 41 °C en la bolsa interior.

iii) Añadir a la bolsa 25 ml de la solución de ácido clorhídrico de 17,5 %.

iv) Agregar 100 muestras, de aproximadamente 1 g cada una (a 25-30 °C) tomadas de cada una de las muestras individuales, de acuerdo con el procedimiento indicado en el punto 2.

v) Por último, añadir 6 g de pepsina o 18 ml de pepsina líquida; este orden debe respetarse escrupulosamente para evitar la descomposición de la pepsina.

vi) Triturar el contenido de la bolsa en el Stomacher durante 25 minutos.

vii) Sacar la bolsa de plástico del Stomacher, filtrar el líquido de digestión por el tamiz y verterlo en un vaso de precipitados de 3 l.

viii) Lavar la bolsa de plástico con 100 ml de agua, aproximadamente, que luego se utilizará para enjuagar el tamiz y se agregará al filtrado contenido en el vaso de precipitados.

ix) Se podrá agregar un máximo de 15 muestras individuales a un grupo completo de 100 muestras para examinarlas al mismo tiempo que estas últimas.

b)

Grupos más pequeños (menos de 100 muestras):

i) Instalar en el Stomacher Lab-blender 3 500 una bolsa doble de plástico y regular la temperatura entre 40 y 41 °C.

ii) Preparar un líquido de digestión mezclando, aproximadamente, 1,5 l de agua y 25 ml de ácido clorhídrico de 17,5 %. Agregar 6 g de pepsina y mezclar todo a una temperatura de 40 a 41 °C. Este orden debe respetarse escrupulosamente para evitar la descomposición de la pepsina.

iii) Medir un volumen de líquido de digestión correspondiente a 15 ml por gramo de muestra (así, para 30 muestras, habrá que extraer 30 × 15 ml = 450 ml) y traspasarlo a la bolsa de plástico interior junto con las muestras de carne de aproximadamente 1 g (a 25-30 °C) tomadas de cada una de las muestras individuales, de acuerdo con el procedimiento indicado en el punto 2.

iv) Verter el agua a una temperatura aproximada de 41 °C en la bolsa exterior hasta obtener un volumen total de 1,5 l en las dos bolsas. Triturar el contenido de la bolsa en el Stomacher durante 25 minutos.

v) Sacar la bolsa de plástico del Stomacher, filtrar el líquido de digestión por el tamiz y verterlo en un vaso de precipitados de 3 l.

vi) Lavar la bolsa de plástico con 100 ml de agua, aproximadamente (a 25-30 °C), que luego se utilizará para enjuagar el tamiz y se agregará al filtrado contenido en el vaso de precipitados.

—

Agregar al líquido de digestión 300-400 g de hielo en laminillas o de hielo triturado para obtener un volumen de, aproximadamente, 2 l. Agitar el líquido de digestión hasta que el hielo se funda. En el caso de grupos más pequeños [véase el punto 3, sección II, letra b)], la cantidad de hielo deberá reducirse proporcionalmente.

—

Traspasar el líquido de digestión enfriado a un embudo de separación de 2 l provisto de un vibrador que se habrá fijado mediante una pinza suplementaria.

—

Dejar sedimentar durante 30 minutos, haciendo vibrar el embudo de separación de forma intermitente, es decir, alternando un minuto de vibración y un minuto de pausa.

—

Después de los 30 minutos, introducir rápidamente 60 ml de sedimento en una probeta graduada de 100 ml (después de su utilización, enjuagar el embudo con una solución detergente).

—

Dejar reposar la muestra de 60 ml durante como mínimo 10 minutos y quitar, por aspiración, el líquido sobrenadante hasta dejar en la probeta un volumen de 15 ml que se examinará para investigar la presencia de larvas.

—

Para la aspiración puede utilizarse una jeringa de plástico desechable provista de un tubo de plástico. La longitud del tubo deberá permitir que en la probeta graduada queden 15 ml del líquido cuando el cuello de la jeringa se encuentre al nivel del borde del cilindro.

—

Introducir los 15 ml restantes en una cubeta para el cómputo de larvas o en dos placas de petri y examinarlos en el triquinoscopio o en el estereomicroscopio.

—

Lavar la probeta graduada con 5-10 ml de agua del grifo y agregar el líquido obtenido a la muestra.

—

Los líquidos de digestión se examinarán desde el momento en que estén dispuestos. En ningún caso se podrá posponer el examen al día siguiente.

—

Verter la muestra final de 60 ml en una probeta graduada y dejar reposar durante 10 minutos; retirar mediante aspiración 45 ml de líquido sobrenadante y llevar los restantes 15 ml a 45 ml con agua del grifo.

—

Después de un nuevo período de reposo de 10 minutos, quitar, por aspiración, 30 ml del líquido sobrenadante, y verter los 15 ml restantes en una placa de petri o en una cubeta para el cómputo de larvas, para su examen.

—

Lavar la probeta graduada con 10 ml de agua del grifo y agregar el líquido obtenido a la muestra en la placa de petri o en la cubeta para el cómputo de larvas, para su examen.

a)

Agregar al líquido de digestión 300-400 g de hielo en laminillas o de hielo triturado para obtener un volumen de, aproximadamente, 2 l. En el caso de grupos más pequeños, la cantidad de hielo deberá reducirse proporcionalmente.

b)

Agitar hasta que el hielo se funda. Dejar reposar el líquido de digestión enfriado durante 3 minutos por lo menos, para que las larvas puedan enrollarse.

c)

Colocar el embudo Gelman, provisto de un soporte para filtro, en el cual se encuentra un disco filtrante, sobre el matraz Erlenmeyer conectado a una bomba de filtración.

d)

Introducir el líquido de digestión en el embudo Gelman y filtrar. Hacia el final, se podrá acelerar el paso del líquido a través del filtro procediendo a una aspiración mediante la bomba de filtración. Deberá terminarse la aspiración antes de que el filtro se seque, es decir, cuando queden entre 2 y 5 ml de líquido en el embudo.

e)

Después de la filtración de todo el líquido de digestión, quitar el disco filtrante y colocarlo en una bolsa de plástico de 80 ml agregando de 15 a 20 ml de solución de «rennilase». Para obtener la solución de «rennilase» se introducirán 2 g de «rennilase» en 100 ml de agua del grifo.

f)

Sellar dos veces la bolsa de plástico y colocarla en el Stomacher entre la bolsa interior y la bolsa exterior.

g)

Triturar en el Stomacher durante 3 minutos, por ejemplo mientras se utiliza el aparato para el análisis de un grupo completo o incompleto de muestras.

h)

Después de 3 minutos, quitar del Stomacher la bolsa de plástico que contiene el disco filtrante y la solución de «rennilase» y abrirla con la ayuda de tijeras. Introducir el líquido en una cubeta para el cómputo de larvas o en una placa de petri. Lavar la bolsa con 5-10 ml de agua, que luego se introducirá en la cubeta para la triquinoscopia, o en una placa de petri, para su examen en el estereomicroscopio.

i)

Los líquidos de digestión deberán examinarse desde el momento en que estén dispuestos. En ningún caso se podrá posponer el examen al día siguiente.

Nota: No se deberán utilizar nunca discos filtrantes que no estén perfectamente limpios. No se deberán secar nunca discos filtrantes si no están limpios. Los discos filtrantes pueden limpiarse dejándolos en una solución de «rennilase» durante la noche. Antes de su utilización, se deberán lavar en el Stomacher en una solución nueva de «rennilase».

a)

Un cuchillo o tijeras para cortar las muestras.

b)

Bandejas divididas en 50 cuadrados que puedan contener, cada uno, muestras de carne de 2 g, aproximadamente, u otros instrumentos que ofrezcan garantías equivalentes por lo que respecta a la trazabilidad de las muestras.

c)

Un mezclador Trichomatic 35 (Trichomatic 35® blender) con dispositivo de filtrado.

d)

Una solución de ácido clorhídrico de 8,5 % ± 0,5 % en peso.

e)

Filtros de membrana de policarbonato transparente con un diámetro de 50 mm y con poros de 14 micras.

f)

Pepsina con una concentración de 1:10 000 NF (US National Formulary), correspondiente a 1:12 500 BP (British Pharmacopoeia) y a 2 000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), o pepsina líquida estabilizada, con una concentración mínima de 660 unidades de la Farmacopea Europea/ml.

g)

Una balanza de precisión de 0,1 g.

h)

Pinzas con punta plana.

i)

Varias platinas de microscopio de una anchura mínima de 5 cm o varias placas de petri de un diámetro mínimo de 6 cm cuyo fondo se haya dividido en cuadrados de 10 × 10 mm mediante un instrumento puntiagudo.

j)

Un (estereo)microscopio con luz transmitida (aumento de 15 a 60 veces) o un triquinoscopio provisto de una tabla horizontal.

k)

Un recipiente para recoger líquidos residuales.

l)

Varios recipientes de 10 l para su utilización en la descontaminación del instrumental, por ejemplo, mediante un tratamiento con formol, y para el jugo digestivo restante en caso de resultados positivos.

m)

Un termómetro de una precisión de 0,5 °C con una graduación de 1 a 100 °C.

a)

Instalar el mezclador con el dispositivo de filtrado, conectar el tubo de descarga y situarlo de modo que vierta en el recipiente para residuos.

b)

Cuando se ponga en marcha el mezclador, se iniciará el calentamiento.

c)

Antes de hacerlo, deberá abrirse y cerrarse la válvula situada debajo de la cámara de reacción.

d)

A continuación se añaden hasta un máximo de 35 muestras de aproximadamente 1 g (a 25-30 °C) obtenidas de cada una de las muestras individuales de conformidad con el punto 2. Comprobar que se hayan eliminado los trozos más grandes de tendones, ya que podrían obstruir el filtro de membrana.

e)

Verter agua hasta el borde del recipiente para líquidos conectado al mezclador (aproximadamente 400 ml).

f)

Verter aproximadamente 30 ml de ácido clorhídrico (8,5 %) en el recipiente de líquidos más pequeño, también conectado.

g)

Colocar un filtro de membrana bajo el filtro grueso del dispositivo de filtrado.

h)

Por último, añadir 7 g de pepsina o 21 ml de pepsina líquida. Este orden debe respetarse escrupulosamente para evitar la descomposición de la pepsina.

i)

Cerrar las tapas de las cámaras de reacción y de líquidos.

j)

Seleccionar el período de digestión. Deberá seleccionarse un período de digestión breve (5 minutos) para cerdos en edad normal de sacrificio y un período de digestión más prolongado (8 minutos) para otras muestras.

k)

Cuando se pulsa el botón de encendido del mezclador se inicia automáticamente el proceso de dispensación y digestión, con posterior filtrado. Después de entre 10 y 13 minutos, el proceso ha concluido y se detiene automáticamente.

l)

Abrir la tapa de la cámara de reacción tras comprobar que esté vacía. Si en la cámara queda espuma o restos de líquido de digestión, repetir el procedimiento de conformidad con la sección V.

a)

Quitar el soporte del filtro y transferir el filtro de membrana a una platina o una placa de petri.

b)

Examinar el filtro de membrana con un (estereo)microscopio o un triquinoscopio.

a)

En caso de resultado positivo, llenar dos tercios de la cámara de reacción del mezclador con agua hirviendo. Verter agua del grifo normal en el recipiente conectado que contiene los líquidos hasta que quede cubierto el sensor inferior. Efectuar el programa automático de limpieza. Descontaminar el soporte para filtro y todo el material restante, por ejemplo, con formol.

b)

Al finalizar la jornada de trabajo, llenar con agua el recipiente para líquidos del mezclador y realizar un ciclo normal.

a)

Cerrar la válvula inferior de la cámara de reacción.

b)

Quitar el soporte del filtro y transferir el filtro de membrana a una platina o una placa de petri.

c)

Colocar un nuevo filtro de membrana en el soporte del filtro y fijar este.

d)

Verter agua en el recipiente para líquidos del mezclador hasta que quede cubierto el sensor inferior.

e)

Realizar el ciclo automático de limpieza.

f)

Una vez haya concluido el ciclo de limpieza, abrir la tapa de la cámara de reacción y comprobar si queda líquido.

g)

Si la cámara está vacía, quitar el soporte del filtro y transferir con las pinzas el filtro de membrana a una platina o una placa de petri.

h)

Examinar los dos filtros de membrana con arreglo a la sección II. Si no pueden examinarse los filtros, repetir todo el proceso de digestión con un tiempo de digestión más largo de conformidad con la sección I.

a)

Cuchillo o tijeras y pinzas para cortar las muestras.

b)

Bandejas divididas en 50 cuadrados que puedan contener, cada uno, muestras de carne de 2 g, aproximadamente, u otros instrumentos que ofrezcan garantías equivalentes por lo que respecta a la trazabilidad de las muestras.

c)

Un mezclador con una cuchilla afilada. En caso de que las muestras pesen más de 3 g, deberá utilizarse una picadora de carne con aperturas de entre 2 y 4 mm o unas tijeras. Si se trata de carne o lengua congeladas (una vez retirada la capa superficial, que no puede ser digerida), se precisará una picadora de carne, y el tamaño de la muestra deberá aumentarse considerablemente.

d)

Agitadores magnéticos provistos de una placa térmica controlada por termostado y barras recubiertas de Teflón de unos 5 cm.

e)

Vasos de precipitados de vidrio de una capacidad de 3 l.

f)

Tamices con una malla de 180 micras y un diámetro exterior de 11 cm, provistos de una rejilla de acero inoxidable.

g)

Equipo de filtración en acero de 20 μm para filtros de embudo con malla de acero.

h)

Bomba de vacío.

i)

Depósitos de metal o plástico de 10 a 15 l de capacidad para recoger el jugo digestivo.

j)

Un balancín 3D giratorio.

k)

Hoja de aluminio.

l)

Ácido clorhídrico al 25 %.

m)

Pepsina con una concentración de 1:10 000 NF (US National Formulary), correspondiente a 1:12 500 BP (British Pharmacopoeia) y a 2 000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), o pepsina líquida estabilizada, con una concentración mínima de 660 unidades de la Farmacopea Europea/ml.

n)

Agua de grifo calentada a una temperatura de 46 a 48 °C.

o)

Una balanza de precisión de 0,1 g.

p)

Pipetas de diferentes tamaños (1, 10 y 25 ml), micropipetas para aglutinación del látex según las instrucciones del fabricante, y soportes para pipetas.

q)

Filtros con una malla de nilón de 20 micras y un diámetro adecuado al sistema de filtración.

r)

Fórceps de plástico o acero de 10 a 15 cm.

s)

Viales cónicos de 15 ml.

t)

Una mano de mortero con un extremo cónico de Teflón o acero que se adapte a los viales cónicos.

u)

Un termómetro de una precisión de 0,5 °C con una graduación de 1 a 100 °C.

v)

Placas de aglutinación del látex del kit de prueba para la detección del antígeno L de la triquina, validadas con el código no EURLP_D_001/2011.

w)

Solución tampón con conservante (diluyente muestra) del kit de prueba para la detección del antígeno L de la triquina, validada con el código no EURLP_D_001/2011.

x)

Solución tampón con conservante (control negativo) del kit de prueba para la detección del antígeno L de la triquina, validada con el código no EURLP_D_001/2011.

y)

Solución tampón con antígenos de Trichinella spiralis y conservante (control positivo) del kit de prueba para la detección del antígeno L de la triquina, validada con el código no EURLP_D_001/2011.

z)

Solución tampón con partículas de poliestireno recubiertas de anticuerpos, y con conservante (microesferas de látex) del kit de prueba para la detección del antígeno L de la triquina, validada con el código no EURLP_D_001/2011.

aa)

Bastoncillos desechables.

a)

Añadir 16 ± 0,5 ml de una concentración con 25 % de ácido clorhídrico (0,2 % de la mezcla final) a un vaso de precipitados de 3 litros que contenga 2 litros ± 200 ml de agua del grifo, precalentada a una temperatura de entre 46 °C y 48 °C; colocar el agitador en el vaso de precipitados, el vaso de precipitados en la cubeta previamente calentada y comenzar a agitar.

b)

Añadir 10 ± 1 g de pepsina en polvo (o 30 ± 3 ml de pepsina líquida).

c)

Triturar en el mezclador 100-115 g de muestras obtenidas de acuerdo con el punto 2 junto con 150 ml de digestión ± 15 ml de solución amortiguadora previamente calentada.

d)

Introducir la carne picada en el vaso de precipitados de 3 litros que contenga el agua, la pepsina y el ácido clorhídrico.

e)

Introducir varias veces el dispositivo de triturado del mezclador en el líquido de digestión del vaso de precipitados y enjuagar la taza del mezclador con una pequeña cantidad de líquido de digestión para quitar la carne que aún esté adherida.

f)

Cubrir el vaso de precipitados con papel de aluminio.

g)

Regular el agitador magnético de tal forma que durante su funcionamiento mantenga una temperatura constante de entre 44 °C y 46 °C. Durante la agitación, el líquido de digestión deberá girar a una velocidad suficiente como para formar un remolino profundo sin salpicaduras.

h)

Agitar el líquido de digestión hasta que desaparezcan las partículas de carne (durante 30 minutos aproximadamente). Detener el mezclador y verter el líquido de digestión a través del tamiz en el embudo de separación. Pueden ser necesarios períodos más largos de digestión (que no superen los 60 minutos) para determinados tipos de carne (lengua, carne de caza, etc.).

i)

Se considera satisfactorio el proceso de digestión si no permanece más del 5 % del peso de la muestra inicial en el tamiz.

j)

Colocar el filtro con malla de nailon de 20 micras en el soporte de filtración. Fijar el embudo de separación cónico de acero al soporte con el sistema de bloqueo y colocar el tamiz de acero de malla de 180 micras en el embudo. Conectar la bomba de vacío al soporte de filtración y al depósito de metal o de plástico para recoger el líquido de digestión.

k)

Dejar de agitar y verter el líquido de digestión en el embudo de separación a través del tamiz. Enjuagar el vaso de precipitados con 250 ml aproximadamente de agua caliente. Verter el líquido del enjuagado en la rampa de filtración una vez se ha filtrado adecuadamente el líquido de digestión.

l)

Agarrar la membrana de filtración por el borde con el fórceps para extraerla. Doblarla en cuatro, como mínimo, y colocarla en el tubo cónico de 15 ml. Usar un tubo cónico adecuado para la mano del mortero.

m)

Empujar la membrana de filtración hasta el fondo del tubo cónico de 15 ml con la mano del mortero y prensarla con fuerza mediante aproximadamente veinte movimientos sucesivos de vaivén de la mano del mortero, que se habrá colocado sobre la membrana de filtración siguiendo las instrucciones del fabricante.

n)

Pipetear 0,5 ml ± 0,01 ml del diluyente de muestra en el tubo cónico de 15 ml y homogeneizar la membrana de filtración con la mano del mortero mediante ligeros movimientos de vaivén durante 30 segundos aproximadamente, evitando movimientos bruscos que produzcan salpicaduras siguiendo las instrucciones del fabricante.

o)

Distribuir cada muestra, junto con el control negativo y el control positivo, en distintos campos de las placas de aglutinación con pipetas siguiendo las instrucciones del fabricante.

p)

Pipetear las microesferas de látex en cada campo de las placas de aglutinación siguiendo las instrucciones del fabricante sin que entren en contacto con las muestras ni con los controles. En cada campo, mezclar las microesferas de látex suavemente con un bastoncillo desechable hasta que quede totalmente cubierto por un líquido homogéneo.

q)

Colocar la placa de aglutinación en el balancín 3D giratorio y agitar durante 10 ± 1 minutos siguiendo las instrucciones del fabricante.

r)

Una vez transcurrido el tiempo indicado en las instrucciones del fabricante, detener la agitación; colocar la placa de aglutinación en una superficie plana y leer inmediatamente los resultados de la reacción de acuerdo con las instrucciones. Si la muestra es positiva, aparecen agregados de microesferas. Si es negativa, la suspensión se mantiene homogénea y no se forman agregados de microesferas.

a)

La carne que se haya entregado congelada se mantendrá en este estado.

b)

La instalación técnica y la alimentación de energía de la cámara frigorífica deberán ser tales que la temperatura requerida pueda alcanzarse con gran rapidez y mantenerse en todas las partes de la cámara frigorífica y de la carne.

c)

Antes de la congelación deberán quitarse los embalajes aislantes, salvo que la carne ya esté en todas sus partes a la temperatura requerida en el momento de su introducción en la cámara frigorífica o esté embalada de modo que el embalaje no le impida alcanzar la temperatura requerida en el tiempo previsto.

d)

Los lotes deberán conservarse por separado en la cámara frigorífica y guardarse bajo llave.

e)

Deberán anotarse, para cada lote, el día y la hora de su introducción en la cámara frigorífica.

f)

La temperatura en la cámara frigorífica no deberá superar los – 25 °C. Deberá medirse utilizando instrumentos termoeléctricos calibrados y registrarse continuamente. No deberá medirse directamente en las corrientes de aire frío. Los instrumentos se guardarán bajo llave. Los gráficos de temperaturas deberán incluir los datos correspondientes del registro de la inspección de las carnes en el momento de la importación, así como el día y la hora del comienzo y del final de la congelación, y deberán conservarse durante un año.

g)

Las carnes cuyo diámetro o cuyo espesor sea igual o inferior a 25 cm deberán congelarse durante 240 horas consecutivas como mínimo, y aquellas cuyo diámetro o cuyo espesor esté comprendido entre 25 y 50 cm durante 480 horas consecutivas como mínimo. Este proceso de congelación no deberá aplicarse a carnes cuyo diámetro o espesor sean superiores a los mencionados. El tiempo de congelación se calculará a partir del momento en que se alcance en la cámara de congelación la temperatura contemplada en la letra f).

a)

Las carnes cuyo diámetro o espesor sea igual o inferior a 15 cm deberán congelarse conforme a una de las siguientes combinaciones de tiempo y temperatura:

b)

Las carnes cuyo diámetro o espesor estén comprendidos entre 15 y 50 cm deberán congelarse conforme a una de las siguientes combinaciones de tiempo y temperatura:

La temperatura en la cámara frigorífica no deberá superar el nivel de la temperatura de inactivación seleccionada. Deberá medirse utilizando instrumentos termoeléctricos calibrados y registrarse continuamente. No deberá medirse directamente en las corrientes de aire frío. Los instrumentos se guardarán bajo llave. Los gráficos de temperaturas deberán incluir los datos correspondientes del registro de la inspección de las carnes en el momento de la importación, así como el día y la hora del comienzo y del final de la congelación, y deberán conservarse durante un año.

Cuando se utilicen túneles de congelado y no se sigan estrictamente los procedimientos descritos en las partes A y B, el operador de la empresa alimentaria deberá poder demostrar a la autoridad competente que el método alternativo es eficaz para matar las triquinas en la carne de cerdo.

a)

Se aplicarán las disposiciones generales previstas en las letras a) a e) de la sección A (método no 1), con las siguientes combinaciones de tiempo y temperatura:

b)

La temperatura deberá medirse utilizando instrumentos termoeléctricos calibrados y registrarse continuamente. La sonda del termómetro se insertará en el centro de un trozo de carne cuyo tamaño no sea inferior al del trozo más grueso que se vaya a congelar. El trozo deberá colocarse en el lugar menos favorable de la cámara frigorífica, lejos del sistema de refrigeración y no directamente en la corriente de aire frío. Los instrumentos se guardarán bajo llave. Los gráficos de temperaturas deberán incluir los datos numéricos del registro de la inspección de las carnes en el momento de la importación, así como el día y la hora del comienzo y del final de la congelación, y deberán conservarse durante un año.

a)

Se tomarán muestras con un peso mínimo de 10 g de los músculos de la lengua o de los maseteros de los caballos y de la pata delantera, la lengua o el diafragma de los jabalíes.

b)

Cuando se trate de caballos, si no se dispone de estos músculos se tomará una muestra mayor de un pilar del diafragma en la zona de transición hacia la parte tendinosa. Los músculos estarán exentos de tejido conjuntivo y de grasa.

c)

Una muestra de un peso mínimo de 5 g se digerirá conforme al método de detección de referencia previsto en el capítulo I o un método equivalente previsto en el capítulo II. Para cada digestión, el peso total de músculo que se examine no deberá exceder de 100 g para el método previsto en el capítulo I y los métodos A y B previstos en el capítulo II, y de 35 g, para el método C previsto en el capítulo II.

d)

En caso de resultado positivo se tomará otra muestra de 50 g para un posterior análisis independiente.

e)

Sin perjuicio de las normas de protección de las especies animales, deberá analizarse toda la carne de animales de caza que no sean jabalíes, como los osos, mamíferos carnívoros (incluidos los mamíferos marinos) y reptiles, tomando una muestra de 10 g de músculo de los sitios preferidos o cantidades mayores si no se dispone de estos sitios. Los sitios preferidos son:

f)

El tiempo de digestión deberá ser el suficiente para garantizar una digestión adecuada de los tejidos de estos animales, pero no deberá exceder de 60 minutos.

A.

Para que el operador de una empresa alimentaria obtenga el reconocimiento oficial de que cumple las condiciones controladas de estabulación, deberá satisfacer los siguientes requisitos:

B.

Cuando deje de cumplirse alguno de los requisitos enunciados en el punto A o se produzca cualquier otro cambio que pueda afectar a la situación de la explotación, el operador de la empresa alimentaria de las explotaciones cuyo cumplimiento de las condiciones controladas de estabulación haya sido previamente reconocido oficialmente lo notificará a la autoridad competente.

C.

Las autoridades competentes de los Estados miembros solo podrán reconocer a una explotación o una categoría de explotaciones en caso de que hayan verificado que se cumplen los requisitos previstos en el punto A.

a)

Se notificará el número de casos (importados y autóctonos) de presencia de triquinas en humanos, incluidos los datos epidemiológicos, de conformidad con la Decisión 2000/96/CE.

b)

Se presentarán el número y los resultados de las pruebas para detectar la presencia de triquinas en los cerdos domésticos, jabalíes, caballos, animales de caza y todo tipo de animales sensibles a la infestación, de conformidad con el anexo IV de la Directiva 2003/99/CE. Se proporcionará información sobre los cerdos domésticos que estará relacionada, como mínimo, con:

i) los análisis de los animales criados en condiciones controladas de estabulación,

ii) los análisis de las cerdas de cría, los verracos y los cerdos de engorde.